-Bacstain- Series

-Bacstain- Series

โดยทั่วไปแล้ว การประเมินอัตราการอยู่รอดของแบคทีเรียและเชื้อราจะทำโดยพิจารณาจากความสามารถในการก่อรูปเป็นโคโลนีโดยใช้วุ้นเลี้ยงเชื้อ ซึ่งขั้นตอนนี้จำเป็นต้องใช้ระยะเวลายาวนาน (24-72 ชั่วโมง) นอกจากนี้ มีการกล่าวกันว่ายังไม่มีการพบสภาวะการเพาะเชื้อที่เหมาะสมมากที่สุดสำหรับจุลินทรีย์ส่วนใหญ่ที่มีอยู่ในสิ่งแวดล้อม มีการพัฒนาวิธีการทดสอบที่รวดเร็วมาอย่างต่อเนื่อง จนกระทั่งมีการนำการทดสอบทางพันธุกรรม เช่น วิธี PCR, วิธี LAMP ฯลฯ มาใช้งานต่าง ๆ ที่หลากหลาย อย่างไรก็ตาม การทดสอบทางพันธุกรรมดังกล่าวจะเป็นการทดสอบหาเซลล์ที่ตายแล้วด้วย จึงไม่สามารถระบุหาอัตราการอยู่รอดได้
การย้อมสีเรืองแสง อย่างเช่น ชุดผลิตภัณฑ์ Bactain ก็เป็นวิธีการทดสอบที่รวดเร็วอีกวิธีหนึ่งที่มีการนำมาใช้ในการตรวจวัดอัตราการอยู่รอด

โค้ดผลิตภัณฑ์ ชื่อผลิตภัณฑ์ ปริมาณความจุ SDS / Protocol
BS01 -Bacstain- CTC Raoud Staining Kit (for Flow cytomery) 100 assays SDSProtocol
BS02 -Bacstain- CTC Raoud Staining Kit (for Microscopy) 100 assays SDSProtocol
BS03 -Bacstain- CFDA solution 100 assays SDSProtocol
BS04 -Bacstain- DAPI solution 100 assays SDSProtocol
BS05 -Bacstain- AO solution 100 assays SDSProtocol
BS07 -Bacstain- PI solution 100 assays SDSProtocol


สารทดลองย้อมสีจุลินทรีย์ (กลุ่มผลิตภัณฑ์ -Bacstain-)

Colony formation using an agar plate is a very common and reliable method for counting bacterial cells. However, it takes quite a long time to form a colony. Therefore, alternative detection methods have been developed. Bacteria-specific gene amplification methods such as PCR, LAMP, and nucleus staining are quite rapid, but these methods count dead bacteria as well. Therefore, detection of live cell functions is essential to determining the actual number of living bacteria in a sample. Tetrazolium salts can be used to detect respiratory activity of bacterial cells or mitochondria. CTC is a tetrazolium salt and is reduced by this respiratory activity to form fluorescent CTC formazan on the cell surface. Therefore, CTC is used for specific staining of aerobic live bacteria and can be applied to hard-to-culture bacteria (VNC: viable but non-culturable). CTC forms a fluorescent formazan by an electron transfer system. However, CTC alone is not sensitive enough to stain single cells. Therefore, the CTC-Rapid Staining Kit contains an enhancing reagent that improves the CTC staining efficiency. Compared with staining with CTC only, this staining kit enables rapid and sensitive staining of microorganisms. Maximum wavelengths of the CTC formazan dye are 430 nm or 480 nm for excitation and 630 nm for emission.

Technical info

Microscopy detection
1. Centrifuge bacteria culture and remove the supernatant, and then resuspend the bacteria pellet with PBS(-).
2. Add CTC + Enhancing reagent-B. Incubate at 37°C for 1 hour.
3. Prepare a slide and detect fluorescence by B-excitation filter set.
Flow cytometry detection
1. Centrifuge bacteria culture and remove the supernatant, and then resuspend the bacteria pellet with PBS(-).
2. Add CTC + Enhancing reagent-A. Incubate at 37°C for 1 hour.
3. Analyze the cells with a flow cytometry: 488 nm excitation, 630 nm emission.


E. coli

B. Subtilis

Candida albicans

E. faecalis

Fig. 2 CTC staining of various microorganisms with and without Enhancing reagent.

Experimental Example

Observation by Microscopy

Fig. 3 E. coli staining (left) and L. casei staining (right) with CTC and DAPI. Bacterial cells were stained with CTC Rapid Staining Kit first, and then 1 μl of DAPI solution was added. The cells were incubated at room temperature for 5 min. Formaldehyde fixation with 1-4% formaldehyde can be performed before DAPI staining.


1) A. W. Coleman, "Enhanced Detection of Bacteria in Natural Environments by Fluorochrome Staining of DNA", Limnol. Oceanogr., 1980, 25, 948.
2) E. Severin, J. Stellmach and H. -M. Nachtigal, "Fluorimetric Assay of Redox Activity in Cells", Anal. Chim. Acta, 1985, 170, 341.
3) G. G. Rodriguez, D. Phipps, K. Ishiguro and H. F. Ridgway, "Use of a Fluorescent Redox Probe for Direct Visualization of Actively Respiring Bacteria", Appl. Environ. Microbiol., 1992, 58(6), 1801.
4) G. Schaule, H. C. Flemming and H. F. Ridgway, "Use of 5-Cyano-2,3-ditolyl Tetrazolium Chloride for Quantifying Planktonic and Sessile Respiring Bacteria in Drinking Water", Appl. Environ. Microbiol., 1993, 59(11), 3850.
5) R. A. Bovill, J. A. Shalloross and B. M. Markey, "Comparison of the Fluorescent Redox Dye 5-Cyano-2,3-ditolyltetrazolium Chloride with p-Iodonitrotetrazolium Violet to Detect Metabolic Activity in Heat-stressed Listeria monocytogenes Cells", J. Appl. Bacteriol., 1994, 77(4), 353.
6) M. T. E. Suller and D. Lloyd, "Flow Cytometric Assesment of the Postantibiotic Effect of Methicillin on Staphylococcus aureus", Antimicrob. Agents Chemother., 1998, 42(5), 1195.
7) M. Kawai, N. Yamaguchi and M. Nasu "Rapid Enumeration of Physiologically Active Bacteria in Purified Water Used in the Pharmaceutical Manufacuturing Process", J. Appl. Microbiol., 1999, 86, 496.
8) N. Yamaguchi, M. Sasada, M. Yamanaka and M. Nasu, "Rapid Detection of Respiring Escherichia coli O157:H7 in Apple Juice, Milk and Ground Beef by Flow Cytometry", Cytometry , 2003, 54A, 27.
9) A. Kitaguchi, N. Yamagauchi and M. Nasu, "Enumeration of Respiring Pseudomonas spp. in Milk within 6 Hours by Fluorescence In Situ Hybridization Following Formazan Reduction", Appl. Environ. Microbiol., 2005, 71(5), 2748.
10)A. Hiraishi and N. Yoshida, "An Improved Redox Dye-Staining Method Using 5-Cyano-2,3-Ditoryl Tetrazolium Chloride for Detection of Metabolically Active Bacteria in Activated Sludge", Microbes Environ., 2004, 19(1), 61.